OBJETIVOS: Capacitar al estudiante en la planificación y ejecución de experimentos y el análisis de datos, a fin de determinar el modelo cinético que gobierna las interacciones de sustratos, productos, activadores e inhibidores con una enzima.
PERÍODO DE DESARROLLO: del 1 de agosto al 28 de noviembre de 2023, martes de 14.00 a 19.00 (actividades sincrónicas)
CLASES TEÓRICAS: Interacciones entre enzimas y ligandos (sustratos, productos y modificadores de la actividad). Unión en equilibrio termodinámico. Cinética en estado estacionario. Cinética en estado pre-estacionario. El curso contiene todos los elementos requeridos para la formación del alumno en una disciplina científica experimental, ya que provee las herramientas teóricas y prácticas para realizar mediciones de la actividad de una enzima, analizar los datos experimentales obtenidos y adjudicarles un modelo cinético. Armado de modelos cinéticos a partir de reacciones parciales. Evaluación de modelos cinéticos. Herramientas para el análisis de datos, diseño de experimentos y discriminación de modelos. Mecanismos catalíticos. Análisis de sistemas multi-enzimáticos.
CLASES PRÁCTICAS: Se trabajará en computadora sobre datos simulados u obtenidos de la literatura. Simulación estocástica y determinística de modelos. Ejercitación sobre análisis por regresión de datos cinéticos. Estado estacionario: cómo medir la actividad de una enzima. Mezclado rápido y técnicas deobtención de muestras: equipamiento específico para estudios en fase pre-estacionaria. Medición de reacciones en estado transitorio de unión y disociación de sondas a enzimas.
DIRECTORES: Prof. Dr. Luis González Flecha, Prof. Dr. Sergio Kaufman, Prof. Dr. Rolando Rossi
COORDINADORES: Dr. Rodolfo González Lebrero
COLABORADORES: Dr. Santiago Faraj, Dr. Mariela Ferreira Gomes, Dr. Mónica Montes, Prof. Dr. Daniel Peluffo, Prof. Dr. Juan Pablo Rossi, Prof. Dr. Pablo Schwarzman
REQUISITOS DE ADMISIÓN: Bioquímico o su equivalente. Presentar un breve currículum vitae y un resumen de las tareas que requieran la aplicación de los conocimientos impartidos en el curso.
ARANCEL: $8.000
A los fines que establece el artículo 15° (RESCS-2019-1686-E-UBA-REC) del Reglamento de Doctorado, este curso acredita por cumplimiento de:
ASISTENCIA Y APROBACIÓN: 4.5 puntos.
ASISTENCIA SOLAMENTE: 2.25 puntos.
OBJETIVOS: Introducir y/o familiarizar a los doctorandos con los cultivos celulares primarios de células neurales, herramienta fundamental para la realización de estudios moleculares en el sistema nervioso.
PERÍODO DE DESARROLLO: del 27 de noviembre al 1 de diciembre de 2023, lunes a viernes de 9.00 a 17.00.
CLASES TEÓRICAS: Los cultivos primarios de células neurales constituyen una herramienta esencial para el conocimiento de los mecanismos moleculares involucrados en la fisiología y la fisiopatología del sistema nervioso central y del sistema nervioso periférico. En el presente curso se dictará una sección teórica referida a cada tipo celular y una parte práctica en la que se desarrollarán los cultivos primarios correspondientes a los distintos tipos celulares: neuronas corticales, células granulares de cerebelo, oligodendrócitos, astrocitos, microglia y células de Schwann. Además, se estudiarán cultivos de cortes de cerebelo, tronco y medula espinal.
CLASES PRÁCTICAS: En cada jornada se dictarán clases teóricas referidas a cada tipo celular, incluyendo los conocimientos sobre su participación en la fisiología del sistema nervioso, así como los conocimientos necesarios para la realización y manejo del cultivo primario de cada tipo celular. Los trabajos prácticos que se realizarán serán inherentes a la obtención de los cultivos celulares primarios incluidos en el programa y a la evaluación de sus características mediante técnicas de microscopía. Durante el curso se realizará el seguimiento del cultivo, se plantearán diferentes estrategias experimentales y se discutirán sus posibles aplicaciones.
DIRECTORAS: Prof. Dra. Ana María Adamo, Prof. Dra. Juana Pasquini, Prof. Dra. Clara Setton, Dra. Laura Pasquini, Dra. Paula Franco, Dra. Patricia Mathieu.
COLABORADORES: Dra. Vanina Usach, Dra. Paula Soto, Lic. Debora Rodríguez, Lic. Vanesa Mattera, Dra. Victoria Wies Mancini, Dra. Silvina Marcora, Lic. Anabella Di Pietro, Bioq. Agustín Byrne, Lic. David Donalisio, Dra. Claudia Kornuta, Dra. Laura Thomas.
REQUISITOS DE ADMISIÓN: Título Universitario. Se dará prioridad a doctorandos familiarizados con los conocimientos básicos del manejo y normas de bioseguridad en un cuarto de cultivo.
ARANCEL: $40.000
LUGAR DE DICTADO: Cátedra: Química Biológica Patológica. Aula: Departamento de Química Biológica. Ubicación: Facultad de Medicina 6to piso
A los fines que establece el artículo 15° (RESCS-2019-1686-E-UBA-REC) del Reglamento de Doctorado, este curso acredita por cumplimiento de:
ASISTENCIA Y APROBACIÓN: 3 puntos.
ASISTENCIA SOLAMENTE: 1.5 puntos.
OBJETIVOS: El curso busca capacitar al alumno para elegir un tema de investigación, proponer y escribir un trabajo científico y analizar datos experimentales. Estos objetivos se concretan con la escritura de un proyecto de investigación, el cual será evaluado al final del curso. Para ello, se establecerá un sistema de tutorías y se reproducirá el proceso de evaluación por pares.
PERÍODO DE DESARROLLO: del 25 de julio al 21 de noviembre de 2023, martes de 14.00 a 16.00 (actividades sincrónicas)
CLASES TEÓRICAS: Luego de una introducción histórico-filosófica a ciertas cuestiones generales de metodología, el plan del curso simula el proceso de investigación y recorre sus distintas etapas: elección del tema, redacción del proyecto, tratamiento estadístico de los datos, redacción de los resultados. Estando el cuerpo docente formado por investigadores experimentados, se buscará en todo momento transmitir la experiencia de la investigación, junto con los contenidos intelectuales necesarios para articularla conceptualmente.
CLASES PRÁCTICAS: Los trabajos prácticos y los talleres consistirán en la aplicación de los conocimientos adquiridos durante el desarrollo de las clases teóricas: elección del tema, redacción del proyecto, tratamiento estadístico de los datos, redacción de los resultados. Escritura de la tesis de maestría y doctoral. Se pondrá en práctica un sistema de tutorías y el proceso de evaluación por pares.
DIRECTORES: Prof. Dr. Juan Pablo Rossi, Prof. Dr. Rolando Rossi
COORDINADORAS: Prof. Dra. Myriam Núñez, Dra. Mariela Ferreira Gomes, Dra. Mónica Montes
COLABORADORES: Prof. Dr. Miguel De Asúa, Prof. Dr. José María Delfino, Dr. Santiago Faraj, Dra. Claudia Filomatori, Dra. Gabriela Gómez, Dra. María Florencia Leal Denis, Dra. Irene Mangialavori, Prof. Dr. Pablo Schwarzbaum
REQUISITOS DE ADMISIÓN: Profesionales del área bioquímica, farmacéutica, médica y biológica. profesionales de las áreas sociales.
ARANCEL: $7000
A los fines que establece el artículo 15° (RESCS-2019-1686-E-UBA-REC) del Reglamento de Doctorado, este curso acredita por cumplimiento de:
ASISTENCIA Y APROBACIÓN: 4.5 puntos.
ASISTENCIA SOLAMENTE: 2.25 puntos.
OBJETIVO: Entrenamiento de laboratorio y conocimientos vinculados específicamente a mutagénesis in vitro de ADN y la producción de proteínas recombinantes en levaduras y células eucariotas para estudios funciónales y estructurales.
PERÍODO DE DESARROLLO: del 4al 15 de diciembre de 2023. Lunes a viernes de 10.00 a 17.00.
CLASES TEÓRICAS: Técnicas de ADN recombinante: clonación y amplificación. Protocolos de mutagénesis dirigida. Expresión de proteínas en células eucariotas. Expresión heteróloga en levaduras y células de mamífero. Vectores de expresión. Ensayos de función mediante rescate fenotípico en levaduras. Aislamiento, purificación y caracterización de proteínas recombinantes. Marcación de proteínas recombinantes mediante fusión con proteínas autofluorescentes. Estudios de estructura y función de proteínas. Proteínas de membrana.
CLASES PRÁCTICAS: Clonación y mutagénesis dirigida de genes específicos. Transformación de bacterias y aislamiento de ADN plasmídico. Clonación en vectores de expresión. Transformación de levaduras. Transfección de células de mamífero. Purificación mediante afinidad a metales. Reconocimiento de la proteína expresada mediante técnicas inmunológicas y biofísicas. Caracterización funcional mediante pruebas de rescate fenotípico. Ensayos de actividad.
DIRECTORES: Prof. Dr. Hugo Adamo, Dr. Gerardo Corradi, Dra. Felicitas de Tezanos Pinto, Dra. Luciana Mazzitelli
COORDINADORA: Biot. Paula Grenon
COLABORADORA: Biol. Alejandra Marcos
REQUISITOS DE ADMISIÓN: Bioquímico, Licenciado en Cs. Biológicas y graduados de carreras afines.
ARANCEL: $20.000
LUGAR DE DICTADO: Cátedra: Química Biológica/Departamento de Química Biológica. Aula de seminarios/ Departamento de Química Biológica. Ubicación: Sexto piso Facultad de Medicina
A los fines que establece el artículo 15° (RESCS-2019-1686-E-UBA-REC) del Reglamento de Doctorado, este curso acredita por cumplimiento de:
ASISTENCIA Y APROBACIÓN: 4 puntos.
ASISTENCIA SOLAMENTE: 2 puntos.
OBJETIVOS: Brindar al profesional los lineamientos teóricos y prácticos para la ejecución de técnicas de transfección, para su aplicación en actividades de investigación básica, en la industria y/o en protocolos de terapia génica clínica.
PERÍODO DE DESARROLLO: del 21 de agosto al 1 de septiembre de 2023. Lunes a viernes de 16.00 a 19.00 (actividades sincrónicas)
CLASES TEÓRICAS: Métodos de transfección, transitoria y estable. Elección del método más conveniente. Eficiencia y optimización. Transfección química con plásmidos de DNA o shRNA; siRNA o miRNA; CRISPR. Transfección in vivo. Transfección con sistemas virales. Transfección por métodos físicos. Consejos para lograr una transfección exitosa. Aplicaciones, estudio de la función, expresión y/o edición de genes y proteínas, producción de proteínas recombinantes humanas.
CLASES PRÁCTICAS: Taller para el diseño experimental. Discusión sobre la elección de protocolos. Transfección de líneas celulares humanas con lípidos y polímeros catiónicos con DNA, shRNA, siRNA y CRISPR/Cas9 para modular la expresión de proteínas. Uso de vectores de fusión para expresar proteínas de interés unidas a proteínas fluorescentes. Co-transfección para monitorear eficiencia. Análisis de la expresión proteica luego de la transfección por Western blot, microscopía de fluorescencia y actividad enzimática. Generación, análisis e interpretación de gráficos, imágenes y resultados.
DIRECTORA: Prof. Dra. María Fernanda Troncoso
COORDINADORA: Dra. María Victoria Espelt
COLABORADORAS: Dra. María Teresa Elola, Lic. Luciana Sarrias, Lic. Vanina Vachetta, Bioq. Miriam Benso, Lic. Patricia Nouel Capecchi
REQUISITOS DE ADMISIÓN: Bioquímico/a, Farmacéutico/a, Lic. En Ciencias Biológicas, Lic. En Biotecnología, o egresados de carreras afines. Presentar Curriculum vitae
ARANCEL: $10.000
A los fines que establece el artículo 15° (RESCS-2019-1686-E-UBA-REC) del Reglamento de Doctorado, este curso acredita por cumplimiento de:
ASISTENCIA Y APROBACIÓN: 1.5 puntos.
ASISTENCIA SOLAMENTE: 0.75 puntos.
OBJETIVOS: Brindar al profesional los conceptos y las herramientas necesarias para abordar el estudio de los mecanismos de transducción de señales estimulados por citoquinas, factores de crecimiento u otros compuestos orgánicos que promueven o inhiben la proliferación celular. Proveer las herramientas teóricas requeridas para evaluar los diferentes tipos de muerte celular (apoptosis, necrosis y autofagia). Discutir la metodología actual utilizada para identificar distintas modalidades de muerte y cascadas de transducción de señales en diferentes sistemas biológicos.
PERÍODO DE DESARROLLO: del 26 de junio al 4 de julio de 2023. Todas las mañanas de 10.00 a 13.30 h. Tardes de 14.30 a 18.00 (actividades sincrónicas)
CLASES TEÓRICAS: Proliferación y muerte celular, métodos para su evaluación. Transducción de señales de citoquinas o factores de crecimiento que activan tirosinas quinasas. Modulación de las vías de transducción. Uso de inhibidores farmacológicos, mutantes dominantes negativas o RNA de interferencia. Internalización de receptores: hipótesis de la señalización endosomal. Herramientas para el estudio de proteínas fosforiladas: Western Blot, inmunoprecipitación, citometría de flujo.
CLASES PRÁCTICAS: Se determinará el efecto mitogénico o antiproliferativo de citoquinas (IFN alfa o G-CSF) u otros compuestos orgánicos (ftalocianinas y derivados de penicilina) en diferentes líneas de células en cultivo. Se evaluará, en cada uno de los sistemas a estudiar, el efecto de distintos inhibidores de vías de señalización. Se examinará el nivel de fosforilación de algunos intermediarios de vías de señalización y el efecto de inhibidores farmacológicos, de RNAs de interferencia o de mutantes dominantes negativas. Los resultados experimentales obtenidos en ensayos de proliferación o por técnicas de Western Blot serán analizados por los alumnos, quienes confeccionarán un informe que será discutido entre pares. También se analizarán en forma cuantitativa resultados de ensayos de herida mediante el software Image J.
Se examinará la translocación nuclear de factores de transcripción mediante técnicas de inmunofluorescencia. Se realizará un taller de análisis de datos con software de citometría de flujo: generación de gráficos, regiones y cuadrantes, compensación de fluorescencias “off-line” e interpretación de resultados.
DIRECTORA: Prof. Dra. Leonor Roguin
COORDINADORA: Dra. Viviana Blank
COLABORADORES: Dra. Julieta Marino, Bioq. Juan Manuel Anselmi Relats, Bioq. Sofía Bajicoff, Dr. Ariel Podhorzer
REQUISITOS DE ADMISIÓN: Bioquímico, Farmacéutico, Lic. en Biología, Lic. En Química, Biotecnólogo o carreras afines. Presentar CV.
ARANCEL: $14.000
A los fines que establece el artículo 15° (RESCS-2019-1686-E-UBA-REC) del Reglamento de Doctorado, este curso acredita por cumplimiento de:
ASISTENCIA Y APROBACIÓN: 2.5 puntos.
ASISTENCIA SOLAMENTE: 1.25 puntos.
- Junín 956. PP
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