ANIMALES DE LABORATORIO:

Ciclo Profesional de Orientación, plan 1987.-

 

VISITA A UN BIOTERIO

Visita guiada al bioterio de la Facultad de Farmacia y Bioquímica.

MANIPULACION, ANESTESIA Y RECONOCIMIENTO DE ORGANOS.

Métodos de sujeción de ratas y ratones. Vías de administración de anestésicos.

Práctica. Planos de anestesia. Reconocimiento de órganos y estructuras anatómicas de aparatos y sistemas.

TECNICAS QUIRURGICAS EN ANIMALES DE LABORATORIO.

Anestesia. Reconocimiento de material de cirugía y su modo de uso.Diéresis. Métodos de disección de órganos. Canulación de arterias y venas. Canulación del conducto pancreático y colédoco. Traqueotomía. Eutanasia.

MONITOREO GENETICO EN RATONES.

Transplante de piel.

METODOS DE REGISTRO

Registro de la presión arterial por método directo en ratas controles y modelos farmacológicos de hipertensión arterial.

 

SEMINARIOS

SEMINARIO DE MODELOS ANIMALES.

Se les entregan a los alumnos distintos trabajos científicos sobre el tema, que se exponen y discuten entre todos a la semana siguiente.

2 SEMINARIOS DE MODELOS ALTERNATIVOS.

Se sigue el mismo esquema que para el anterior.

BIBLIOGRAFIA

ZOONOSIS y enfermedades transmisibles comunes al hombre y a los animales. Pedro N> Acha y Boris Szyfres. Organización Panamericana de la salud. 2da. Edición.

Revistas ATLA (Alternatives to Laboratory Animals)

Guía para el uso de Animales de Laboratorio. Parte I. Afife Mrad Osorio y Adela Rosenkranz. Departamento de Farmacia . Facultad de Ciencias. Universidad Nacional de Colombia. 1990

Loss of transepithelial impermeability of a confluent monolayer of Madin-Darby canine Kidney(MDCK) cells as determinant of ocular irritancy potential. Andrew J>Shaw et al. ATLA 18,145-151,l990.

Teratogenicity testing in vitro; post implantation whole embryo culture. Erminio Giavini et al.. Italian tissue Culture Meeting 14.

In vitro models of differentiated sertoli cell structure and function. Mark A.

HADLEY ET AL. In vitro cellular and developmental Biology. 24:6, 1988.

Preparation of positional renal slices for study of cell-specific toxicity. Charles Ruegg et al. Journal of Pharmacological Methods 17, 111-123,1987.

Primary cultlures of rat aortic endothelial and smooth muscle cell; 1. An in vitro model to study xenobiotic induced vascular cytotoxicity. K.Ramos et al. In vitro cellular and developmental

Biology, 23:4, 1987.

Epithelial cell differentiation in normal and transgenic mouse intestinal isografts. D.C.Rubin et al. The jornal of cell biology, Vol 113,1991.

Reconstitution of the malignant plhenotype of genitourinary cancer in gradient culture. J. Leighton. In Vitro Cellular and Developmental Biology. 25:5, 1989.

Analysis of differential survival of syngeneic islets transplanted into

Hyperglycemic C57BL/6J verus C5BI/KsJ mice. E.H.Leiter. Transplantation.44:3,1987.

Direct myocardial transfection in two animal models. Dov. Gal et al. Laboratory Investigation, 68;1, 1993.

Effects of temperature on the action of drugs. Geraldine Fuhram et al.

Glomeruloscilerosis and body growth are mediated by differnt portions of bovine growth hormone. Studies in transgenic mice. Laboratory Investigation, 68:1, 1993.

FUNDACAL, boletín informative número 4; Anestesia general en animales de laboratorio. F.Gullace y R. Cutrera.

Recommendations foe euthanasia of experimental animals. Part l. Laboratory animals, 31, 1-32,1997.

FUNDACAL, boletín informativo número 6: Reglas de nomenclatura para cepas endocriadas de Extraído de la revista "Mouse new letters" (Nomenclature rule), Nr. 72, 1985.

The interpretation of phisiological correlates of differential housing in laboratory rats. P.Brain et al. Life Science, 24: 99-116, 1979.

Seminario de Bioterio. Cátedra de Anatomía Comparada. Vila, Zuccollo, Almirón.

Modeloa, Animales, curso de Animales de Laboratorio, Zuccollo, Navarro.

Laboratory Animal Medicine, Chapter 19, Techniques of experimentation. W.S.Bivin and G.D.Smith, 1984.

Seminario de anestésicos. Cátedra de Anatomía y Fisiología Animal. Vila, Zuccollo, Almirón.

Fisiología de la reproducción en los animales de laboratorio. P.Vergara. Curso de capacitación para el uso de animales de laboratorio. Universidad Autónoma de Barcelona.

Líneas directrices relativas al alojamiento y a los cuidados de los animales.

Diario oficial de las comunidades europeas 18.12.86 Número L358/1 al L358/28.

Manual de Bioseguridad en el Laboratorio, 2da. Edición. Organización mundial de la salud, Ginebra, 1994.

FUNDACAL, Boletín número 12: Nuevos Modelos Animales.Omar H. Iodice.

Técnicas inmunológicas en experimentación animal. Josep Queralt. Universidad de Barcelona.

Principios de Investigación Biomédica. 2da. Edición. Vicente c. Castiglia.

 

PROGRAMA DEL CURSO DE ANIMALES DE LABORATORIO.

1)MACROAMBIENTE DEL ANIMAL DE LABORATORIO

Definición de bioterio. Planificación de un Bioterio. Ubicación. Diseño. Areas de cría y stock. Areas de servicio.

Características de la construcción y materiales: paredes, techos, pisos, ventanas, puertas. Depósito de material de limpieza y piletas. Ventilación, temperatura y control de humedad. Extratores de aire. Equipos de aire acondicionado, iluminación. Circuitos eléctricos. Cañerías de vacío.

2)MICROAMBIENTE DEL ANIMAL DE LABORATORIO

Jaulas: materiales, diseño, densidad de población. Lecho: materiales. Accesorios que modifican el micro ambiente. Sistema de bebederos y comederos. Limpieza y esterilización de jaulas y lechos.

3)PRINCIPIOS BASICOS DEL MANEJO DE ANIMALES

Alimentación: distintos tipos de dietas y requerimientos. Sistema de control: fichas, registros, etc. Tablas de peso y desarrollo.

Sistema de apareo: monogámicos, poligámico. Sistema de cría: endocría, exocría.

Concepto de cepa y raza. Características de las cepas endo y exocriadas. Nomenclatura. Genética: control genético.

Principales cepas de cada especie. Destete. Cuarentena de animales introducidos al bioterio. Transporte de animales. Agua. Limpieza.

 

4)ETICA Y LEGISLACION LABORAL

La responsabilidad del investigador en la experimentación animal: elección de especies y utilización de técnicas que eviten el dolor y el sufrimiento. La responsabilidad del técnico en el manejo humanitario de los animales. Responsabilidad institucional en el uso de animales de laboratorio legislaciones más avanzadas en el mundo: Inglaterra, Estados Unidos, Canadá.

Ley argentina de protección al animal. Proteccionismo y experimentación animal, uso de modelos alternativos, modelos matemáticos. Cultivos celulares. Especies inferiores, etc.

Legislación laboral: el riesgo y la peligrosidad en el trabajo con animales de experimentación.

 

5)CONTROL SANITARIO

  1. Exámenes bacteriológicos b) Exámenes serológicos.

Enfermedades más frecuentes que afectan a los animales de laboratorio.

Descripción: agentes que las producen, su transmisibilidad al ser humano, sintomatología. Control de enfermedades su

Transmisibilidad al ser humano, sintomatologia. Control de enfermedades transmisibles

 

6)MODELOS ANIMALES

Naturales e inducidos (ejemplos).

a)Modelos animales convencionales: rata, ratón, cobayo, conejo, mono, perro, etc., reproducción, cría y conejo.

b)Modelos animales no convencionales: zarigueyas, aves, peces, embrión de pollo, ofidios, etc.: reproducción. Cría y manejo.

La calidad de los animales de laboratorio: Animales convencionales (categorías 1y 2), animales libres de gérmenes patólogenos específicos (categorías 3 y 4) , animales libres de gérmenes 8 Categoría 5). Utilizacón de cada categoría y modo de obtención de las misma.

 

7)EUTANASIA

Elección del método. Métodos físicos y químicos. Métodos físicos: decapitación, electrocución, etc. Métodos químicos: a)agentes inhalatorios: gases anestésicos, gases no anestésicos; b)agentes no inhalatorios, tranquilizantes. Efectos del curare y la estricnina. Efectos de los métodos de eutanasia sobre los distintos tejidos. A)directos B)indirectos.

8)ANESTESIA

Distintos tipos: local, regional, general. Vías de administración: local, subcutánea, intraperitoneal, endovenosa, inhalatoria, linfática, rectal. Preanestesia. Distintos tipos de anestésicos.Dosis.Desmedulación. Planos de anestesia.
Anestesia más adecuada para cada especie.

 

9)TECNICAS QUIRURGICAS PARA ANIMALES DE LABORATORIO.

Material de cirugía. Vías y Técnicas de abordaje. Diéresis, hemostasia. Reconocimiento de órganos y estructuras anatómicas de sistemas y aparatos. Métodos de disección de órganos. Susturas: distintos tipos.

10)PRINCIPALES METODOS DE ESTIMULACION Y REGISTRO

Aparatos: estimuladores, uso y técnicas. Métodos de registro: polígrafos, osciloscopio, quimógrafo. Registro gráfico de los resultados. Obtención de muestras sólidas l líquidas para animales en el laboratorio.

11)SISTEMA NERVIOSO CENTRAL

Breves nociones anatómicas del SNC. Apertura de la calota craneana. Disección y extracción de órganos. Separación de distintas áreas. Usos de la esterotaxia: estimulación, inyección y destrucción de áreas cerebrales. Inyección y perfusión . Animal espinal. Métodos para la obtención de slices del S.N.C.

12)APARATO CIRCULATORIO

Breve nociones anatómicas del sistema circulatorio. Estudios comparativos de parámetros dinámicos en diferentes animales de laboratorio. Presión arterial, frecuencia cardíaca.

Determinación de la presión arterial por métodos directos e indirectos. Canulación de arterias y venas.

 

13)APARATO RESPIRATORIO

Breves nociones anatómicas del sistema respiratorio. Comparación de parámetro respiratorios en animales de laboratorio: ventilación pulmonar, frecuencia y volumen minuto.

Traqueotomía. Canulación endotraqueal. Respiración controlada. Bomba respiratoria: descripción y utilización.

 

14)SISTEMA ENDOCRINO

Breve nociones anatómicas del sistema endócrino: generalidades. Métodos de supresión hormonal: Castración, tiroidectomía, pancreatectomía, hipofisectomía, pinealectomía.

 

15)APARATO GENITOURINARIO

Aparato genitourinario: estudio de la anatomía y parámetros renales comparados en distintos animales de laboratorio. Cateterismo uretral. Métodos de recolección de orina. Toma de muestras.


16)APARATO DIGESTIVO

Anatomía y Fisiología comparada en distintos animales. Sondeo gástrico. Cateterismo y extracción de muestras del conducto pancreático, biliar y salival. Estómago e intestino aislado.

 

17)METODOLOGIA PARA ORGANO AISLADO

Obtención de material y técnicas para perfusión de órgano aislado: arteria mesent[erica, pulmón, glándula suprarrenal. Incubación in vitro de cortes de tejido en tiras y anillos de arteria,

Aurícula, útero e intestino.

 

 

Vigente a partir del segundo Período Lectivo 2000.-

Resolución (CD) N 796/01